Nivelul adecvat de exercițiu atenuează disbioza intestinală și creșterea acidului valeric pentru a îmbunătăți neuroplasticitatea și funcția cognitivă după intervenția chirurgicală la șoareci Partea 4

Profilarea microbiotei intestinale

Fecalele proaspete de la șoareci au fost colectate pentru profilarea microbiotei intestinale. Șoarecii au fost plasați individual într-o cușcă autoclavată pentru colectarea fecalelor și au fost lăsați să își facă nevoile liber. Fecalele au fost colectate imediat în tuburile Eppendorf sterile pe gheață uscată și apoi depozitate la -80 de grade până la procesarea ulterioară. ADN-ul bacteriilor a fost extras cu un kit de izolare a ADN-ului din sol Power Lyzer Power conform protocoalelor noastre anterioare [11].

Cercetări recente arată că microbiomul intestinal are un impact foarte important asupra memoriei noastre. Mai exact, bacteriile din microbiota intestinală pot influența sistemul nervos al creierului uman, modificându-i astfel funcția de memorie. Aceasta este o descoperire surprinzătoare, deoarece înseamnă că ne putem îmbunătăți memoria schimbându-ne microbiomul intestinal.

Deci, ca cineva care încearcă să-și îmbunătățească memoria, ce poți face pentru a-ți îmbunătăți microbiomul intestinal? Răspunsul este simplu: concentrează-te pe o dietă echilibrată. O dietă echilibrată nu numai că ajută la reglarea echilibrului microbiotei intestinale, dar îmbunătățește și toate aspectele funcției corpului.

În primul rând, trebuie să ne concentrăm pe o dietă diversificată, bogată în fibre alimentare. O dietă bogată în fibre poate ajuta la menținerea diversității microbiomului intestinal, un factor cheie în promovarea sănătății bune. În același timp, trebuie să ne asigurăm că consumăm suficiente proteine ​​de înaltă calitate și grăsimi sănătoase în mesele noastre. Acești nutrienți pot promova funcția de memorie și conducerea nervoasă.

În plus, exercițiile regulate și reducerea stresului pot promova, de asemenea, echilibrul și diversitatea în microbiomul intestinal. Fie că este vorba de respirație profundă, meditație sau practicarea yoga, toate acestea sunt modalități eficiente de a reduce stresul. Exercițiile fizice pot îmbunătăți contractilitatea intestinală, crește vitalitatea intestinală și promovează detoxifierea ciclică, contribuind astfel la promovarea echilibrului și diversității microbiotei intestinale.

Una peste alta, nu ar trebui să ne concentrăm doar pe dieta și sănătatea noastră fizică, ci și pe microbiota noastră intestinală. Schimbarea obiceiurilor alimentare și reducerea stresului pot promova echilibrul și diversitatea microbiotei noastre intestinale, ceea ce ne poate ajuta să îmbunătățim memoria și funcția sistemului nervos. Așadar, să acordăm atenție sănătății noastre intestinale împreună și să ne îmbunătățim memoria și starea fizică!

Se poate observa că trebuie să îmbunătățim memoria, iar Cistanche deserticola poate îmbunătăți semnificativ memoria deoarece Cistanche deserticola este un material medicinal tradițional chinezesc care are multe efecte unice, dintre care unul este îmbunătățirea memoriei. Eficacitatea Cistanche deserticola provine din numeroasele ingrediente active pe care le conține, inclusiv acid tanic, polizaharide, glicozide flavonoide etc. Aceste ingrediente pot promova sănătatea creierului într-o varietate de moduri.

Faceți clic pe cunoașteți modalități de îmbunătățire a funcției creierului

Bibliotecile de secvențiere ale regiunii hipervariabile V3-V4 au fost pregătite conform instrucțiunilor sistemului Illumina MiSeq. Pe scurt, 12,5 ng ADN au fost utilizate ca șablon ADN pentru prima PCR 16 S ARNr. Primerii utilizați au fost după cum urmează: F: 5'-TCGTCGGCAGCGTCAGATGTGTATAAGAGACAGCCTACGGGNGGCWGCAG-3'și R: 5'-GTCTCGTGGGCTCGGAGATGTGTATAAGAGACAGGACTACHVGGGTATCTAATCC{-3''.
Ampliconii au fost apoi curățați cu bile AMPure XPmagnetic și apoi utilizați pentru Index PCR folosind kitul Nextera XTIndex. Kitul de testare Qubit dsDNA HS și TapeStation D1000ScreenTape de înaltă sensibilitate (Agilent, Blacksburg, VA, SUA) au fost utilizate pentru a măsura concentrațiile de produse PCR și pentru a normaliza cantitatea pentru pregătirea bibliotecii.

Secvențierea a fost operată pe un instrument Illumina MiSeq de către kit-ul de reactiv MiSeq v2 (500 de cicluri). Datele au fost analizate cu software-ul MiSeqReporter Metagenomics workflow v2.5.1.3 (Illumina, San Diego, CA, SUA). Citirile împerecheate obținute prin secvențierea cu două terminale au fost îmbinate într-o secvență prin software-ul Pandaseq. S-au obținut citirile lungi cu regiuni variabile mari.

Citirile al căror scor mediu de phred în fereastra (dimensiune de 5 bp, lungime de pas de 1 bp) a fost mai mic de 20 au fost tăiate. Citirile care conțineau „N” ambiguu sau cu lungimea < 220 bp au fost eliminate. După controlul calității datelor originale, secvențele de înaltă calitate fără himere au fost aranjate în funcție de abundență de la mare la mic și apoi grupate cu 97% similaritate în unități operaționale taxonomice (OTU). Fiecare OTU a fost considerat a reprezenta o specie. Pentru a evita deviația de analiză cauzată de diferitele dimensiuni ale datelor de secvențiere a eșantioanelor, numărul de citiri la OTU a fost introdus în funcție de numărul de secvență minim potrivit cu OTU atunci când adâncimea de secvențiere a fost suficientă. Diversitatea alfa a fost analizată prin nivelare aleatorie.

ARead a fost extras din fiecare OTU ca o secvență reprezentativă. Secvența reprezentativă a fost comparată cu baza de date de proiect a bazei de date ribozomale. Speciile au fost clasificate pentru fiecare OTU și au fost obținute tabele de abundență a speciilor pentru analiza ulterioară. Alegerea OTU a fost efectuată utilizând Uclust pe platforma software QIIME v1.9.1.

Diversitatea alfa, inclusiv indicele Chao1 și indicele de acoperire a mărfurilor a fost utilizată pentru analiza diversității speciilor dintr-un eșantion. Analiza diversității beta a fost utilizată pentru a compara diferențele în diversitatea speciilor dintre probe și a fost caracterizată prin analiza coordonatelor principale (PCoA) bazată pe distanța Bray-Curtis. Diferențele dintre grupuri au fost testate prin analiza similarității (ANOSIM).

Profilarea SCFA cu plasmă

Concentrațiile de SCFA în plasmă au fost cuantificate utilizând o cromatografie gazoasă-spectrometrie de masă 7890-5977 (GC-MS, Agilent, Blacksburg, VA, SUA). Probele de plasmă au fost colectate de la șoareci la momentele descrise mai sus, stocate la -8{ {20}} grade rapid și apoi dezghețat la temperatura camerei pentru procesare. Pe scurt, o probă de plasmă de 100 ul a fost amestecată în vortex cu 900 uletanol (conținând 0,5% HCI, V/V). Tratamentul cu ultrasunete a fost aplicat timp de 40 de minute, apoi probele au fost centrifugate la 14,000 RPM timp de 10 minute. Supernatantul probelor a fost măsurat prin analiză GC-MS pe un GC-MS Agilent 7890–5977 cu ionizare prin impact electronic și un Coloana capilară DB-FFAP (30 m × 0,25 mm × 0,25 μm).

Cuantificarea acidului valeric cortical

Cantitatea de acid valeric din cortexul cerebral recoltată la 24 de ore după ultima injecție intraperitoneală de acid valeric a fost determinată printr-o metodă similară cu cea raportată anterior [51, 52]. Pe scurt, 0.1 g cortex cerebral a fost omogenizat în 500 µl de acetonitril apos. Supernatantul a fost extras cu 8 ml tampon de extracție (hexan: dietileter=1:1) și centrifugat la 1800 g timp de 5 min. S-au colectat 7,5 ml de supernatant, s-au amestecat cu 93 ui 20 mMKOH în metanol şi s-au uscat la 40 de grade sub azot gazos. Reziduul uscat a fost reconstituit în 50 µl 2,5% 18-Crown{-6 în acetonitril și a fost derivat în continuare cu 9-clorometil antracen în acetonitril cu adaos de hidroxid de tetrametilamoniu.

În cele din urmă, 30 µl de soluție de derivatizare au fost încărcate în coloana Acclaim C18 (3 µm, 4,6 × 100 mm, Thermo Scientific) și separate în cromatografie lichidă de înaltă performanță Ultimate 3000 (HPLC, Thermo Scientific) echipată cu detector UV-vizibil. Vârful acidului valeric derivat a fost detectat la o lungime de undă de 254 nm.2-Acidul etilbutiric (2-EA) a fost adăugat ca control intern de referință. Aria vârfului acidului valeric a fost măsurată ca mAU*min și zona sa de vârf a fiecărei probe a fost normalizată cu cea a 2-EA din eșantion. Rezultatele finale au fost prezentate ca rapoarte dintre grupul de acid valeric și grupul NS.

Recoltarea țesutului cerebral

Șoarecii au fost cântăriți și anesteziați cu izofluran la 6 ore, 24 ore, 48 ore, 72 ore, 96 ore și 7 zile după operație și perfuzați cu 4 grade NS pentru recoltarea țesutului cerebral. Acești hipocampi au fost utilizați pentru analiza ELISA sau analiza ARN. Întregul creier la Bregma -3 până la -6 mm a fost folosit pentru colorarea imunofluorescentă. Toate procedurile de disecție au fost efectuate pe gheață.

Prepararea bibliotecii de ARNm și secvențierea Illumina Hiseq

The hippocampi harvested at 24 h after surgery from the control group, surgery group, and Exe+Sur group in the first experiment were placed in liquid nitrogen for 1 h and then stored in a −80 °C freezer quickly for no >1 săptămână. Purificarea ARN, transcrierea inversă, construcția bibliotecii și secvențierea au fost efectuate la WuXi NextCODE din Shanghai, conform instrucțiunilor producătorului (Illumina).

Bibliotecile de secvențiere concentrate pe ARNm din ARN total au fost preparate utilizând trusa de preparare a probelor de ARN Illumina TruSeq®. ARNm PolyA a fost purificat din ARN total folosind perle magnetice atașate oligo-dT și apoi fragmentat prin tampon de fragmentare. Luând aceste fragmente scurte ca șabloane, ADNc prima catena a fost sintetizat utilizând transcriptază inversă și primeri aleatori, urmat de sinteza ADNc a doua catenă. Apoi, cADN-ul sintetizat a fost supus reparării finale, fosforilării și adăugării bazei „A” conform protocolului de construcție a bibliotecii Illumina.

S-au adăugat adaptoare de secvențiere Illumina la fragmentele de ADNc. După amplificarea PCR pentru îmbogățirea ADN-ului, AMPure XPBeads (Beckman) au fost folosite pentru a curăța fragmentele țintă de 200–300 bp. După construirea bibliotecii, testul dsDNA HS Qubit 3.0 (Thermo Fisher Scientific) a fost folosit pentru a cuantifica concentrațiile bibliotecilor de secvențiere rezultate, în timp ce distribuția dimensiunilor a fost analizată folosind Agilent BioAnalyzer 2100 (Agilent).

Expresia ARNm din hipocamp prin reacția cantitativă a polimerazei în lanț (Q-PCR)

Hipocampul recoltat la 24 de ore după operație din grupul de control, grupul de exerciții, grupul de chirurgie, grupul Exe+Sur, grupul Trans-Control+Sur, grupul Trans-Exe+Sur, grupul Exe+Sur+NS și Exe+Sur+ Grupul Val a fost plasat în azot lichid timp de 1 oră și apoi păstrat în congelator la -80 de grade pentru mai mult de 3 zile. Extracția ARN, transcripția inversă ARN-la-ADNc și q-PCR au fost efectuate așa cum am descris anterior [49, 53]. Pe scurt, ARN-ul a fost extras cu trusa RNeasy Micro. Transcrierea inversă a fost finalizată folosind 5X All-in-One MasterMix. În cele din urmă, pentru cuantificarea cantitativă a fost folosit un sistem CFX connect în timp real (Bio-Rad). Primerii pentru qPCR au fost: C3ar1-F:TGGGCTGGTGCTGTGGGGTAG și C3ar1-R: GATGGCGAAGGCGGTTCTCAC. Expresia relativă a genei pentru C3ar1 a fost calculată utilizând ciclul de prag comparativ ΔΔCt și gena de întreținere -actina pentru normalizarea expresiei genei. Nivelurile de ARNm pentru genele țintă sunt exprimate ca creșteri de ori în raport cu grupul relevant, respectiv.

Determinarea citokinelor și GDNF în hipocamp

IL{{0}}, IL-6, C3 și GDNF în hipocamp au fost detectate prin utilizarea ELISAkits. Pentru testarea IL-1, IL,-6 și GDNF, țesuturile cerebrale au fost omogenizate pe gheață în tampon RIPA care conține 25 mM Tris-HCl cu pH 7,6, 150 mMNaCl, 1% deoxicolat de sodiu, 0,1% SDS și un cocktail inhibitor de protează care conține 10 mg/ml aprotinină, 5 mg/ml pepstatin, 5 mg/ml leupeptin și 1 mM fluorură de fenilmetan sulfonil.

Pentru testarea C3, țesuturile cerebrale au fost omogenizate pe gheață în tamponul PTR (furnizat în kit). Supernatantul a fost colectat pentru detectarea ELISA după ce omogenatul a fost centrifugat la 13,000 g timp de 20 min la 4 grade și concentrația de proteine ​​a fost determinată prin testul proteinei BCA (Bio-Rad, Hemel Hempstead, Herts, Marea Britanie). IL-1, IL6, C3 și GDNF din supernatantul creierului au fost detectate conform instrucțiunilor producătorului pentru ELISA, iar cantitatea acestora din fiecare probă din creier a fost normalizată prin conținutul total de proteine ​​​​și a fost exprimată ca pg/ mg proteine.

Western blot

Western blot a fost efectuat așa cum s-a descris anterior [49]. Pe scurt, concentrațiile de proteine ​​ale probelor au fost determinate utilizând testul proteinei BCA. Douăzeci de micrograme din fiecare probă au fost supuse analizei Westernblotting utilizând următorii anticorpi primari: proteina de densitate policlonală anti-postsinaptică de iepure 95 (PSD95) la diluție 1:1000, anti-sinapsină policlonală de iepure 1 la diluție 1:1000 și anti- - de iepure. anticorpi tubulin la diluție 1:1000. Imaginile au fost scanate de un Image Master IIscanner (GE Healthcare, Milwaukee, WI, SUA) și analizate folosind software-ul ImageQuant TL v2003.03 (GE Healthcare). Semnalele de bandă ale proteinelor interesate au fost normalizate la cele ale tubulinei corespunzătoare și exprimate ca fracții din proba de control din aceleași geluri.

Colorare imunofluorescentă

Marcarea imunofluorescentă și cuantificarea colorării au fost efectuate așa cum am descris mai înainte [6, 54]. Pe scurt, creierul a fost fixat în paraformaldehidă 4% la 4 grade timp de 24 de ore și apoi incubat în zaharoză 30% peste noapte la 4 grade înainte de a fi înghețat într-un compus cu temperatura optimă de tăiere. -3 până la -6 mm folosind un criostat și montat pe lamele de microscop.

După ce au fost spălate în soluție salină tamponată cu Tris (TBS), secțiunile au fost blocate în 10% ser de măgar plus 1% albumină serică bovină (BSA) în TBS care conține 0,3% triton-X100 timp de 2 ore la temperatura camerei și apoi incubate la 4 grade peste noapte cu următorii anticorpi primari: anticorp monoclonal de iepure anti-C3 (1:50), anticorp monoclonal de capră anti-GFAP (1:200), anticorp monoclonal de șobolan anti-C3ar (1:50) și anticorp monoclonal de iepure anti-Iba{{ 21}} anticorp (1:200).

Secțiunile au fost clătite cu TBS cu 0,1% Triton-x 100. Anticorpul IgG anti-iepure de măgar conjugat cu Alexa Fluor 594 (1:200), anticorpul IgG anti-capră de măgar conjugat cu Alexa Fluor 488 (1:200) , anticorpul IgG anti-șobolan de măgar conjugat cu AlexaFluor 594 (1:200) sau anticorpul IgG anti-iepure de măgar conjugat cu AlexaFluor 647 (1:200) au fost incubați cu secțiuni timp de 1 oră la temperatura camerei în întuneric.

Secțiunile au fost spălate în TBS, incubate cu Hoechst 33342 (1:1000) pentru colorare nucleară, clătite și montate cu mediu de montare Vectashield (H-1000; Vector Labs, Burlingame, CA). Imaginile de imunocolorare au fost obținute prin z-stack cu un sistem de microscopie LSM710 (ZEISS) și un control negativ care omite incubarea cu anticorpul primar a fost inclus în toate experimentele.

Cuantificarea a fost efectuată așa cum este descris anterior [6, 54]. Pe scurt, a fost fotografiată întreaga regiune a girului dentat (DG) care a fost acoperită de 2-3 câmpuri care nu se suprapun din fiecare dintre cele șase secțiuni secvențiale de hipocamp ale unui șoarece. Numărul de pixeli perimagini cu intensitatea peste un nivel de prag predeterminat a fost considerat drept zonă colorată pozitiv pentru un marker interesat și cuantificat folosind Image-pro plus 6.0 (Media Cybernetics, Inc., Rockville, MD, SUA) și prezintă un procent de suprafață pozitivă în suprafața totală. Au fost apoi mediate șase măsurători per șoarece pentru a reflecta nivelul de colorare pozitivă. Toate analizele cantitative au fost efectuate într-un mod orb.

Administrarea BrdU și colorarea imunofluorescentă

La șapte zile după operație, șoarecilor li s-au administrat 7 injecții intraperitoneale consecutive de 80 mg/kg 5′-bromo-2′-deoxiuridină (BrdU) la prânz o dată pe zi, așa cum s-a descris anterior [14]. Șoarecii au fost sacrificați 5 zile mai târziu pentru a recolta hipocampul. Hipocampul a fost fixat în paraformaldehideină 4% 0.1 M soluție salină tamponată cu fosfat la 4 grade timp de 24 de ore și încorporat în parafină. Secțiunile cerebrale coronale groase de cinci microni au fost tăiate secvenţial de la Bregma -2 la -4 mm. Recuperarea antigenului a fost efectuată prin incubarea secțiunilor cu tampon citrat de sodiu care conține 10 mM citrat de sodiu, 0,05% Tween 20 (pH 6,0) la 95-100 grade timp de 20 de minute.

Denaturarea ADN-ului a fost realizată prin incubarea cu HCl 1 N pe gheață timp de 3 minute, HCL 2 N la temperatura camerei timp de 3 minute și la 37 de grade timp de 6 minute. Secțiunile au fost blocate cu ser de măgar 5% în soluție salină tamponată cu fosfat (PBS) care conține 0,5%triton-X 100 timp de 2 ore la temperatura camerei. Secțiunile au fost apoi incubate peste noapte la 4 grade cu următorii anticorpi primari: anticorp monoclonal de șobolan anti-BrdU (1:100) și anticorp monoclonal de capră anti-GFAP (1:200). Secțiunile au fost incubate cu IgGantibody anti-șobolan de măgar conjugat cu Alexa Fluor 594 (1:200) sau IgGantibody anti-capră de măgar conjugat cu Alexa Fluor 488 (1:200) timp de 1 oră la temperatura camerei într-o cameră întunecată. După ce au fost spălate în PBS, secțiunile au fost contracolorate cu Hoechst 33342 (1:1000), clătite și montate cu mediu de montare Vectashield (Vector Labs).

Imaginile au fost obținute cu un microscop cu afluorescență cu o cameră cu dispozitiv cuplată la încărcare (High MagOlympus BX51) și un sistem de microscopie confocală LSM710 (ZEISS). Un control negativ care omite incubarea cu anticorpul primar a fost inclus în toate experimentele. Pentru fiecare creier de șoarece, au fost utilizate șase secțiuni secvențiale hipocampale pentru numărarea celulelor. S-a numărat numărul tuturor celulelor colorate pozitiv pentru un marker interesat sau combinația de doi markeri în zona subgranulară a DG a fiecărei secțiuni. Analizele cantitative au fost efectuate în mod orb.

Pata Golgi

Colorarea Golgi a fost efectuată utilizând kitul FD Rapid GolgiStainTM. La nouăsprezece zile după operație, creierul a 6 șoareci din fiecare grup a fost scufundat în soluția de impregnare (soluții A și B: 1:1) timp de 2 săptămâni și apoi transferat în soluția C timp de 3 zile. Secțiunile coronale ale creierului la o grosime de 100 μm și aproximativ -2,7 mm din bregma au fost tăiate pe un vibratom (Microslicer® 10110, Ted Pella, Inc. California, SUA).

După cum s-a descris mai înainte[55, 56], mai mult de 10 neuroni bine individualizați din regiunea DG a hipocampusului au fost selectați aleatoriu de la fiecare șoarece, iar imaginile de scanare secvențialoptică cu mai multe straturi au fost luate la un interval de 2,0 μ de-a lungul axei z. (3DHISTECH, Pannoramic MIDI, Ungaria) cu 20 ×obiectiv. Fișierele de scanare cu mai multe straturi au fost suprapuse pentru a deveni un fișier de scanare clar care poate fi vizualizat cu Caseviewer (3DHISTECH, Ungaria) pe un computer. Numărul total de ramuri și lungimea dendritică au fost măsurate prin software-ul Fiji (Fiji-win64, NIH, SUA). Complexitatea arborilor dendritici totali (intersecții) a fost estimată folosind analiza Sholl. Măsurarea densității coloanei vertebrale, 5 neuroni au fost selectați de la fiecare animal.

Cinci câmpuri microscopice selectate aleatoriu la nivelul dendritelor apicale sau bazale au fost fotografiate din fișierele de scanare. Numerele coloanei vertebrale în segmente de 40 μm au fost numărate de un observator care a fost orb la atribuirea grupului. Rezultatele au fost exprimate ca număr de spini/10 μmsegmente. Datele privind numărul de ramuri dendritice, lungimea și intersecțiile, precum și densitatea coloanei vertebrale de la un șoarece au fost mediate pentru a reflecta nivelul șoarecelui.

analize statistice

Calculul dimensiunii eșantionului pentru fiecare experiment nu a fost efectuat. Determinarea dimensiunii eșantionului s-a bazat în mare parte pe experiența noastră: au fost utilizate dimensiuni mai mari ale eșantionului pentru experimentele de testare a învățării și memoriei decât cele pentru studii biochimice. Toate datele care au fost colectate au fost incluse în analize. Datele lipsă au inclus animalele care au îndeplinit criteriile de excludere predeterminate pentru antrenamentul fizic și animalele care au murit înainte de perioada de observație prevăzută. Numărul de animale care au contribuit cu date pentru analiză pentru fiecare condiție experimentală este menționat în legendele figurilor.

Rezultatele sunt prezentate ca medii ± SD (date de distribuție normală) sau mediană ± interval interquartil (nu date de distribuție normală) cu prezentarea datelor despre animale individuale în graficul cu bare și mediile ± SD în graficele cu linii. Datele din sesiunile de antrenament ale BarnesMaze au fost analizate prin analiza repetată a varianței (ANOVA) în două sensuri, urmată de testul Tukey.

Datele despre microbiota intestinală au fost analizate așa cum este descris în secțiunea Profilul microbiotei intestinale. Celelalte date au fost analizate prin ANOVA unidirecțională urmată de testul Tukey dacă datele au fost distribuite normal, prin ANOVA unidirecțională pe rang urmată de metoda Tukey testor Student-Newman-Keuls dacă datele nu au fost distribuite normal, prin ANOVA bidirecțională , prin testul t sau testul sumei de rang. O diferență semnificativă a fost definită ca P < 0.05 pe baza ipotezării cu două cozi.

Ajustările pentru comparații multiple nu au fost efectuate. Toate analizele statistice au fost efectuate cu SigmaStat (Systat Software, Inc., Point Richmond, CA, SUA).

REFERINȚE

1. Moller JT, Cluitmans P, Rasmussen LS, Houx P, Rasmussen H, Canet J, et al. Disfuncția cognitivă postoperatorie pe termen lung în studiul ISPOCD1 la vârstnici. ISPOCDinvestigatorii. Studiu internațional al disfuncției cognitive postoperatorii. Lancet.1998;351:857–61.

2. Monk TG, Weldon BC, Garvan CW, Dede DE, van der Aa MT, Heilman KM, et al.Predictors of cognitive dysfunction after major noncardiac surgery. Anestezie. 2008;108:18–30.

3. Newman MF, Kirchner JL, Phillips-Bute B, Gaver V, Grocott H, Jones RH și colab. Evaluarea longitudinală a funcției neurocognitive după intervenția chirurgicală de bypass coronarian. N. Engl J Med. 2001;344:395–402.

4. Hall M, Schwartzman A, Zhang J, Liu X. Date de chirurgie ambulatorie de la spitale și centre de chirurgie ambulatorie: 2010. Raportul național de statistici de sănătate 2017.

5. Li Y, Chen D, Wang H, Wang Z, Song F, Li H și colab. Efecte intravenoase versus volatileestetice asupra cogniției postoperatorii la pacienții vârstnici supuși unei intervenții chirurgicale abdominale laparoscopice. Anestezie. 2021;134:381–94.

For more information:1950477648nn@gmail.com