Glutamatul monosodic induce modificări ale profilurilor metabolice hepatice și renale și ale microbiomului intestinal al șobolanilor Wistar

edmund.chen@wecistanche.com

Abstract:Consumul pe termen scurt și lung de glutamat monosodic (MSG) crește pH-ul urinar, dar efectele asupra căilor metabolice din ficat, rinichi iar microbiota intestinală rămâne necunoscută. Pentru a rezolva această problemă, am investigat șobolanii adulți masculi Wistar alocați să primească apă de băut cu sau fără 1 g la sută MSG timp de 2 săptămâni (n=10, fiecare). Am efectuat un studiu metabolomic bazat pe spectroscopie prin rezonanță magnetică nucleară (RMN) al jejunului,ficat, șirinichi, în timp ce probe de fecale au fost colectate pentru extracția ADN-ului bacterian pentru a investiga microbiota intestinală folosind secvențierea genei ARNr 16S. Am observat schimbări semnificative înficatde șobolani tratați cu MSG în comparație cu martorii în nivelurile de glucoză, piridoxină, leucină, izoleucină, valină, alanină, chinurenat și nicotinamidă. Printrerinichimetaboliți, nivelul de trimetilamină (TMA) a fost crescut și piridoxina a scăzut după tratamentul cu MSG. Secvențierea genei ARNr 16S a arătat că șobolanii tratați cu MSG au crescut Firmicutes, bacteriile intestinale asociate cu metabolismul TMA, împreună cu specii scăzute de Bififidobacterium. Datele noastre susțin impactul consumului de MSG asupraficatșirinichimetabolism. Pe baza modificărilor microbiomului intestinal, speculăm că TMA și metaboliții săi, cum ar fi trimetilamină-N-oxid (TMAO) pot fi mediatori ai efectelor MSG asuprasănătatea rinichilor.

Cuvinte cheie:glutamat monosodic; microbiota intestinală; cale metabolică; metabolomica; microbiom; trimetilamină; Rinichi; Ficat

IntroducereGlutamatul monosodic (MSG) este adăugat în mod obișnuit în alimente pentru a crește palatabilitatea, în special în bucătăria asiatică și în alimentele procesate industrial [1]. MSG este considerat un ingredient sigur pentru consumul uman, indiferent de cantitate, de către Food and Drug Administration (FDA) [2], în ciuda datelor recente care arată că aportul mediu zilnic de MSG este de 3-4 g și că fiecare gram suplimentar de MSG crește riscul. de dezvoltare a sindromului metabolic [3]. Cantități crescute de MSG din dietă sunt asociate cu excesul de greutate [4,5] și hipertensiune arterială [6], dar rezultatele sunt inconsistente [7,8].

Au fost făcute încercări de a dezvălui efectele MSG asupra organelor metabolice ale animalelor fie prin administrare parenterală [9,10], fie prin administrare orală [11,12]. Într-unul dintre astfel de eforturi de a investiga efectele MSG la șobolanrinichi, rezultatele au arătat că atât consumul de MSG pe termen scurt [13] cât și pe termen lung [11] a cauzat urină alcalină la șobolani, deși mecanismul de alcalinizare a urinei nu este stabilit. Metabolomica este o abordare utilizată în mod obișnuit pentru a defini modificările metaboliților din diferite condiții [14,15]. Consumul de MSG pe termen scurt a provocat modificări specifice ale metaboliților urinari, inclusiv dimetilamină (DMA) și metilamină (MA), care sunt metaboliți derivați din intestin din trimetilamină (TMA). TMA este o amină alifatică volatilă cu lanț scurt care oferă mirosul caracteristic de pește. De fapt, bacteriile intestinale produc TMA din pește alimentar sau poate fi generată din alți nutrienți, inclusiv colină și carnitină, care sunt abundente în ouă și carne roșie [16]. Cea mai mare parte a TMA este convertită enzimatic în trimetilamină-N-oxid inodor (TMAO), iar nivelurile plasmatice ridicate de TMAO sunt asociate cu boli cardiovasculare (CVD) [17], cronice.boală de rinichi(CKD) [18] și diabet [19].

Am profitat aici de instrumentele metabolomice pentru a investiga efectele consumului de MSG pe termen scurt asupra metabolomului plasmei,ficat,rinichiși intestin și a analizat corelația dintre rezultatele metabolomice și modificările microbiotei intestinale. Datele noastre pot oferi noi perspective mecanice asupra efectelor MSG dietetic, demonstrând, de asemenea, biomarkeri ai leziunilor de organ induse de MSG.

Materiale și metode

animaleS-au obținut șobolani Wistar masculi în vârstă de 20 de 6-săptămâni (greutate aproximativ 200 g) de la Centrul Național pentru Animale de Laborator (Universitatea Mahidol, Salaya, Bangkok, Thailanda), aclimatizați în cuști metabolice individuale din oțel inoxidabil timp de 2 săptămâni și apoi menținut în condiții standard de temperatură (23 ± 2 ◦C), umiditate (30–60 la sută) și luminozitate (350–400 Lux) de 12 ore întuneric/12 ore de lumină. Șobolanii au primit o dietă comercială cu granule Nr. CP 082 (Perfect Companion Group, Bangkok, Thailanda) în timpul studiului. Toate experimentele au fost efectuate urmând instrucțiunile Centrului pentru animale de laborator de nord-est (NELAC), Universitatea Khon Kaen, Thailanda. Mai mult, studiul a fost aprobat de Comitetul de etică a animalelor al Universității Khon Kaen, Thailanda (AEKKU-NELAC5/2558).

ReactiviPentru hrănirea animalelor a fost folosit MSG pur de calitate alimentară (99 la sută) (Ajinomoto, Tokyo, Japonia). Metanol și cloroform de calitate comercială au fost achiziționate de la RCI LABSCAN LIMITED (Bangkok, Thailanda) pentru extracția țesuturilor, apă de calitate LC-MS a fost achiziționată de la Merck (Darmstadt, Germania), fosfat dihidrogen de potasiu (KH2PO4) și oxid de deuteriu (D2O) de la Merck (Darmstadt, Elveția), azida de sodiu (NaN3) a fost produsă de Agenția Europeană pentru Produse Chimice (ECHA, Helsinki, Finlanda), trimetilsilil-[2,2,3,3-2H4]-propionat de sodiu (TSP) , un standard intern pentru analiza RMN, a fost obținut de la Santa Cruz Biotechnology (Santa Cruz CA, SUA). Pentru spectrometria de masă, izopropanolul de calitate comercială (C3H8O) și acidul formic (CH2O2) au fost achiziționate de la RCI LABSCAN LIMITED (Bangkok, Thailanda).

Design experimentalȘobolanii au fost desemnați aleatoriu să primească apă de băut fie cu (n=10) fie fără (n=10) 1 g la sută MSG timp de 2 săptămâni. A fost utilizată apă cu osmoză inversă (RO) (concentrație de clor de 3-4 ppm) pentru studiul pe animale când toți șobolanii au avut acces liber la hrană. Au fost înregistrate aportul zilnic de apă (ml) și alimente (g), precum și greutatea corporală săptămânală (g). Excreția urinară de 24 (ml/șobolan/zi) a fost înregistrată pe toată perioada de studiu. Probele de fecale și sânge din coadă (100 µL de plasmă) au fost colectate cu 2 săptămâni înainte de sacrificarea animalelor folosind dioxid de carbon (CO2) după un post de 12-h. Probele de țesut, adică jejun,ficatșirinichi,au fost colectate și congelate rapid în azot lichid înainte de a fi depozitate la t80 ◦C până când sunt utilizate pentru analiză.

Pregătirea și analiza probelorFiecare țesut (100 mg masă umedă) a fost utilizat pentru extracția metaboliților conform protocoalelor publicate anterior [20]. Înainte de achiziționarea RMN, faza polară a extractelor de țesut a fost resuspendată într-un tampon RMN de 580 µL (tampon fosfat de sodiu 100 mM, pH 7,4, în D2O, care conține 0,1 mM TSP și 0,2 procente NaN3), agitată pentru scurt timp și centrifugata la 12,000× g timp de 5 min la 4 ◦C. Ulterior, 550 ui de amestec au fost transferați într-un tub de sticlă RMN (Duran Group, Mainz, Germania) cu un diametru exterior de 5 mm înainte de analiza RMN. Aproximativ 250 mg de fecale au fost amestecate cu 500 uL apă de calitate HPLC (Merck, Darmstadt, Germania) și omogenizate utilizând un mixer vortex cu viteza de 2500 rpm timp de 15 minute la temperatura camerei. Suspensia fecală a fost apoi centrifugată la 12,000×g timp de 15 minute la 4 ◦C și 540 µL de supernatant au fost transferați în microtuburi curate de 1,5 mL și 60 µL de tampon RMN (1,5 M tampon KH2PO4, pH 7,4). , în D20, care conţine 2 mM TSP şi 1 procent NaN3). Apoi, tuburile au fost agitate pentru scurt timp, centrifugate la 12,000×g timp de 10 minute și, în final, 580 uL din amestec au fost transferați într-un tub de sticlă RMN cu diametrul exterior de 5 mm pentru analiză.

Extractele de țesut și probele de fecale au fost analizate folosind un spectrometru RMN de 400 MHz (Bruker Biospin, Rheinstetten, SUA) la o temperatură de 298,15 K. Spectrele au fost raportate la vârful TSP (δ1H { {14}}.00), corectat în faze și de referință folosind MATLAB (Mathworks, Natrick, MA SUA). Semnalul vârfului TSP (δ1H H1.000–0,005) din toate țesuturile și vârful TSP (δ1H H1.20–0,157) din fecale au fost îndepărtați. În plus, vârful de apă a fost îndepărtat din jejun (δ1H 4,50 și 5,20),ficat(δ1H 4,68 și 5.00),rinichi(51H 4,31 și 5,74) și fecale (51H 4,18 și 5,23). Mai mult, spectrele brute au fost supuse alinierii și normalizării vârfurilor [21]. Datele spectrale ale tuturor probelor au fost analizate utilizând analiza componentelor principale nesupravegheate (PCA) și corecție-proiecție a semnalului ortogonal supravegheat la structuri latente-analiza discriminantă (O-PLS-DA). Datele au fost centrate pe medie și scalate cu varianța unitară (UV). Modelele O-PLS-DA sunt evaluate prin valorile R2X, R2Y și Q2Y, reprezentând adaptarea, fracția de varianțe a matricei Y și, respectiv, capacitatea de prognoză a modelului [22]. Pentru a evita supraajustarea, a fost efectuată 7-validarea încrucișată pentru 500 repetări. Valoarea p de permutare a fost utilizată pentru a indica validitatea modelului. Variabilele semnificative ale fiecărui model valid au fost selectate prin coeficienții de corelație O-PLS-DA cu corecția ratei de descoperire falsă Benjamini-Hochberg (p < 0,05).="" pentru="" identificarea="" metaboliților="" au="" fost="" utilizate="" spectroscopia="" de="" corelație="" totală="" statistică="" (stocsy)="" [23],="" bazele="" de="" date="" interne="" privind="" schimbările="" chimice="" și="" baza="" de="" date="" despre="" metabolom="" uman="" (hmdb="" versiunea="" 4,="" sua)="">

Analiza îmbogățirii căilor a fost, de asemenea, efectuată folosind MetaboAnalyst (http://www.metaboanalyst.ca/ (accesat la 14 iulie 2020)) [25]. Ilustrația căii metabolice a fost generată de Cytoscape [26]. Modificările metaboliților au fost identificate prin STOCSY și analiza univariată a fost efectuată prin investigarea concentrației relative a metaboliților semnificativ diferențiați, calculând integrarea vârfurilor spectrului. Conform valorii p calculate de testul t al Studentului folosind GraphPad Prism 7 (Ver. 7, GraphPad Software, Inc., La Jolla, CA, SUA).

Pregătirea probei de plasmă pentru analiza UHPLC-ESI-QTOF-MSPlasma (50 µL) a fost amestecată cu 150 µL de izopropanol (IPA), urmată de incubare 24-h la 20 ◦C pentru a precipita proteina. Toate probele au fost centrifugate de două ori la 13,000× gat 4 ◦C timp de 10 min. Un total de 50 ui au fost prelevați din fiecare probă și s-au reunit într-un tub de microcentrifugă de 1,5 ml pentru a construi o probă de control al calității (QC) și 120 ui din fiecare amestec de probă au fost transferați într-o inserție de sticlă HPLC.

Analiza UHPLC-ESI-QTOF-MSAnaliza UHPLC-ESI-QTOF-MS a fost folosită la Khon Kaen University International Phenome Laboratory (KKUIPL). Extractele în fază apoasă ale probelor au fost analizate pe o platformă cu fază inversă. Partea de separare a fost efectuată utilizând un sistem UHPLC (Bruker, Darmstadt, Germania) când coloana HPLC de intensitate solo Bruker C18 2.1 × 100 mm, 2 µm (Bruker, Darmstadt, Germania) a fost folosit. Temperatura coloanei a fost setată la 55 ◦C, iar temperatura autosamplerului a fost setată la 4 ◦C. Faza mobilă A a fost 10{{20}} la sută apă de calitate HPLC cu 0,1 la sută acid formic (FA), iar faza mobilă B a fost 10 {{30}} la sută metanol cu ​​0,1 la sută FA. Viteza de debit a fost stabilită la 0,4 ml/min și gradientul de eluție a fost setat la—99,9 la sută A (0.{{40}}–2.{{46 }} min, 0,25 mL/min), 99,9–75 la sută A (2,0–1{0.{0 min, 0. 4 ml/min), 2{{6{0}} procente A (1{0,0–12,0 min, 0,4 ml/min), 10 procente A (12,0–21,0 min, 0,4 ml/min), min), 0,1 procente A (21,0–23,0 min, 0,4 ml/min), 99,9 procente A (24,0–26,0 min, 0,4 ml/min). A fost aplicat un volum de injecție de probă de 4 µL atât pentru modurile de polaritate de ionizare pozitivă, cât și pentru cea negativă.

Analizele de spectrometrie de masă au fost efectuate folosind un sistem compact ESI-Q-TOF (Bruker, Darmstadt, Germania). Formiatul de sodiu (HCOONa) care conține hidroxid de sodiu 2 mM, 0,1% FA și 50% IPA a fost injectat direct ca un calibrant extern cu un debit de 0,5 uL/min. Condiția în modul de polaritate de ionizare pozitivă — intervalul de masă 50–1300 m/z, tensiunea conului 31 V, tensiunea capilară 4500 V, temperatura sursei 220 ◦C, temperatura de desolvatare 220 ◦C, debit de gaz de desolvatare 8 L/min. Condițiile modului de polaritate negativă a ionizării — intervalul m/z: 50–900 m/z, tensiunea conului 31 V, tensiunea capilară 4500 V, temperatura sursei 220 ◦C, temperatura desolvației 220 ◦C, debitul gazului de desolvatare 8 L/min.

Analiza microbiomului intestinalADN-ul a fost extras folosind kitul QiAamp® PowerFecal® Pro DNA (Qiagen, Hilden, Germania). ADN-ul extras a fost măsurat la OD 260/280 utilizând un spectrofotometru Nanodrop2000c (Thermo Scientific, Waltham, MA, SUA). Tot ADN-ul extras a fost păstrat la t20 ◦C până la analize. Regiunea V3-V4 a genei ARN ribozomal (ARNr) 16S pentru fiecare probă a fost amplificată utilizând primerul universal direct V3 (50-CCTACGGGNGG CWGCAG-30) și primerul invers V4 ({ {11}}GACTACHVGGGGTATCTAATCC-30). Reacția PCR a constat din 2x KAPA HiFi HotStart ReadyMix, 12,5 ng matriță ADN și 5 µM din fiecare primer, cu denaturare inițială la 95 ◦ C timp de 3 minute urmată de 25 de cicluri de denaturare la 95 ◦ C timp de 30 s, recoacere la 55 ◦ C. C timp de 30 s, extensie la 72 ◦ C timp de 30 s și extensie finală la 72 ◦ C timp de 10 min. Un cip Agilent DNA 1000 și un bioanalizator Agilent 2100 (Agilent Technologies, Palo Alto, CA, SUA) au fost combinate pentru a cuantifica produsul amplificat. Ampliconii PCR au fost purificați folosind perle AMPure XP pentru purificare. Gena ARNr 16S parțială a fost secvențiată folosind platforma Illumina MiSeq (Illumina Inc., San Diego, CA, SUA).

Biblioteca de secvențiere a ARNr-ului 16S a fost pregătită folosind ADN genomic (gDNA), iar secvențele de sfârșit pereche care se potrivesc au fost îmbinate folosind FLASH (http://ccb.jhu.edu/software/FLASH/ (accesat la 29 iunie 2020)) [27] . Filtrarea de calitate a eliminat secvențele care conțineau citiri de calitate scăzută și a fost efectuată folosind CD-HIT-OTU (http://weizhong-lab.ucsd.edu/cd-hit-otu (accesat la 29 iunie 2020)) [28] și rDnaTools pachet. OTU-urile (unități taxonomice operaționale) au fost clasificate cu o identitate de prag de 97% folosind algoritmul UCLUST bazat pe o similitudine de 100%. Secvențele care partajează O similaritate mai mare sau egală cu 97 la sută au fost atribuite aceluiași OTU. Secvențele OTU reprezentative au fost aliniate și clasificate taxonomic utilizând Ribosomal Database Project (RDP) și au fost comparate cu bazele de date de referință NCBI. Clasificarea se bazează pe baza de date Green genes (http://greengenes.lbl.gov/ (accesat la 29 iunie 2020)). Rezultatul unei clasificări a citirilor la mai multe niveluri taxonomice - regat, phylum, clasă, ordine, familie, gen și specii folosind Quantitative Insights Into Microbial Ecology (QIIME) [29].

Analize statisticeAnaliza statistică a aportului de alimente și apă, volumul de urină și greutatea corporală au fost raportate ca medie ± SD per grup de animale, iar diferențele dintre grupuri au fost comparate pentru semnificația statistică prin testul t Student cu valoarea p < {{2} }.05 considerat ca fiind semnificativ statistic.

Rezultate

IMPACTUL MSG asupra aportului de alimente și apă, asupra greutății corporale și asupra volumului de urinăȘobolanii tratați cu MSG și de control au avut o cantitate similară de aport alimentar (17,44 ± 1,94 și respectiv 18,46 ± 1,37 g/șobolan/zi) (Figura 1A) și greutate corporală (333,58 ± 17,23 și respectiv 333,80 ± 15,50 g/șobolan) (Figura 1B). Cu toate acestea, aportul de apă a fost semnificativ mai mare la șobolanii tratați cu MSG (52,38 ± 18,36 mL/zi) în comparație cu martorii (38,38 ± 8,39 mL/zi) (Figura 1C). Atât în ​​grupul tratat cu MSG, cât și în grupul de control, eliberarea de urină a avut tendința de a crește în timp, deși o creștere semnificativă a fost observată numai la șobolanii tratați cu MSG (15,42 ± 3,92 ml/șobolan/zi la pre-tratament și 29,09 ± 8,78 ml/șobolan/). zi după tratament). De asemenea, deși nu este semnificativ statistic, producția de urină a șobolanilor tratați cu MSG (29,09 ± 8,78 mL/șobolan/zi) a fost aparent mai mare decât cea a martorilor (23,15 ± 10,55 mL/șobolan/zi) (Figura 1D).

Modificări metabolice în organele importante din punct de vedere metabolicSpectrele RMN ale probelor de țesut colectate au fost analizate după două săptămâni de tratament cu MSG. PCA a datelor spectrale RMN a fost efectuată inițial pentru a observa orice grupare și valori aberante evidente (Figura 2). Gruparea clară și separarea completă au fost observate în profilurile metaboliților hepatici între grupul de control și grupul tratat cu MSG, cu o valoare p de permutare de 0.002, R2X de 58 la sută, Q2Y de 0,84 și R2Y de 0,93 ilustrate în graficele de scor PCA și O-PLS-DA (Figura 2A, B). Un grafic reprezentativ de încărcare a coeficientului corespunzător OPLS cu atribuirea metaboliților este prezentat în Figura 3 cuficatmodelele indicate în Figura 3A; toate modificările semnificative ale metaboliților sunt rezumate în tabelul 1. În ficat, niveluri mai mari de șase metaboliți, inclusiv glucoză, piridoxină, 2-deoxiuridină, inozină, necunoscute 1 și 2 au fost găsite în grupul tratat cu MSG, în timp ce unsprezece metaboliți , și anume leucină, izoleucină, valină, alanină, N-acetilglicoproteină, acetonă, 1,3 dimetilurat, histamina, xantină, chinurenat și nicotinamidă, au fost semnificativ mai mari în grupul de control. Graficul scorului PCA bazat perenalmetaboliții (Figura 2C) au indicat că nu există o grupare clară între două grupuri, iar modelul O-PLS-DA a fost semnificativ statistic cu o valoare p de permutare de 0.018, R2X de 56 la sută, Q2Y de 0.29 și R2Y de 0,74 (Figura 2D). Doi metaboliți modificați au fost găsiți înțesuturi renalecu nivel semnificativ mai mare de trimetil lamină și piridoxină semnificativ mai scăzută în grupul tratat cu MSG în comparație cu martorii (Figura 3B). În schimb, rezultatele jejunului (Figura 2E, F), fecalelor și plasmei (Figura 2 și Figura S1) nu au evidențiat nicio grupare între grupurile de tratament și de control ilustrate în graficele cu scoruri PCA și O-PLS-DA.

Căile de corelație ale metaboliților importanți dinficatșițesuturi renaleau fost investigate folosind ID-uri KEGG și generate de software-ul Cytoscape. S-a descoperit că metaboliții leagă rețeaua metabolică. Când aceste rezultate au fost combinate pentru a desena o hartă a căilor metabolice pentru a ilustra o corelație mai intuitivă, metaboliții s-au dovedit a fi asociați în principal cu căi metabolice, cum ar fi gluconeogeneza hepatică, aminoacizii cu lanț ramificat, vitamina B6 și metabolismul trimetilaminei ( Figura S3).

Consumul de MSG modifică microbiomul intestinalRezultatele analizei compoziției bacteriene fecale au indicat șapte phyla, 15 clase, 19 ordine, 46 de familii, 127 de genuri și 220 specii din toate grupurile de animale. Au fost selectate primele 7-10 specii și a fost generată abundența relativă procentuală a comunităților bacteriene la niveluri de filum, clasă, ordine, familie, gen și specie (Figura 4). La nivel de phylum, primele patru phyla relativ abundente au fost în următoarea ordine - Firmicutes > Bacteroidetes > Proteobacteria > Actinobacteria la toate animalele (Figura 4A). Abundența de Actinobacteria a fost semnificativ mai mică la șobolanii tratați cu MSG (0,30 la sută) decât la șobolanii de control (1,32 la sută) (Figura 5A).

La nivel de clasă, cea mai abundentă microbiotă a fost Bacili > Clostridia > Bacteroidia > Erysipeltrichia la toate animalele (Figura 4B). Grupul tratat cu MSG a avut Clostridia semnificativ mai mare (31,59 la sută) decât grupul de control (19,25 la sută). Cu toate acestea, șobolanii tratați cu MSG au avut actinobacterii semnificativ mai scăzute (0,15 la sută) decât șobolanii de control (1,09 la sută) (Figura 4B). Atunci când sunt interpretate la nivel de ordine, Lactobacillales, Clostridiales, Bacteroidales, Erysipelotrichales au fost abundente la toate animalele (Figura 4C). Clostridialele au fost semnificativ mai mari la șobolanii tratați cu MSG (31,59 la sută) decât la șobolanii de control (19,25 la sută), în timp ce Bififidobacteriales au fost semnificativ mai mici la șobolanii tratați cu MSG (0,06 la sută) comparativ cu șobolanii de control (1,06 la sută).

Cele mai abundente patru familii observate în mod obișnuit la toate animalele experimentale au fost în următoarea ordine - Lactobacillaceae > Erysipeltrichaceae > Clostridiaceae > Prevotellaceae (Figura 4D). La nivel de familie, Bififidobacteriacea a fost semnificativ mai scăzută, dar Clostridiales neidentificat a fost semnificativ mai mare la șobolanii tratați cu MSG, comparativ cu șobolanii martor. Abundența relativă a primelor patru genuri observate la toate animalele a fost în următoarea ordine - Lactobacillus > Turicibacter > Prevotella < clostridium="" (figura="" 4e).="" o="" hartă="" termică="" a="" abundențelor="" relative="" la="" nivel="" de="" gen="" a="" arătat="" o="" abundență="" mai="" mică="" de="" lactobacillus="" și="" o="" abundență="" mai="" mare="" de="" clostridium="" la="" șobolanii="" tratați="" cu="" msg="" (figura="" 5b).="" mai="" mult,="" abundența="" mai="" mică="" de="" bififidobacterium="" a="" fost="" observată="" și="" la="" șobolanii="" tratați="" cu="" msg="" (0,06="" la="" sută)="" în="" comparație="" cu="" șobolanii="" martor="" (1,06="" la="">

La nivel de specie, primele patru specii bacteriene intestinale comune la toți șobolanii au fost Lacto bacillus intestinalis, Turicibacter sanguinis, Clostridium saudiense și Muribaculum intestinale în ordine (Figura 4F). În grupul tratat cu MSG, Flintibacter butyricus a fost semnificativ mai abundent decât în ​​grupul de control, în timp ce Faecalibaculum rodentium și Bififidobacterium pseudolongum au fost semnificativ mai puțin abundente.

Discuţie

Mai multe linii de dovezi au legat în mod constant consumul de MSG de efecte adverse asupra sănătății umane, cum ar fi incidența mai mare a sindromului metabolic [3], excesul de greutate [4,5] și hipertensiunea arterială [6]. Cu toate acestea, datele au fost conflictuale în unele cazuri, iar mecanismele de bază rămân neclare. Pentru a aborda această problemă, am explorat modificările metabolice ale țesuturilor și modificările microbiene intestinale induse de consumul de MSG. După cum este ilustrat în reprezentarea schematică din Figura 6, consumul de MSG a modificat metaboliții asociați cu gluconeogeneza hepatică, metabolismul aminoacizilor cu lanț ramificat (BCAA), vitamina B6 și metabolismul trimetilaminei. Mai mult, consumul de MSG pe termen scurt a suprimat abundența relativă a Bififidobacterium, care este considerată o bacterie benefică, și Clostridium legat de producția de TMA și TMAO [30].

În ficat, metaboliții precum glucoza, piridoxina (B6), 2-deoxiuridina, inozina, necunoscute 1 și 2 au fost semnificativ mai mari la animalele tratate cu MSG decât la martori, în timp ce unsprezece metaboliți (adică, leucină, izoleucină, valină). , alanină, N-acetilglicoproteină, acetonă, 1,3-dimetilurat, histamina, xantină, chinurenat și nicotinamidă) au fost semnificativ mai mici. În primul rând, niveluri mai mari de glucoză pot indica o creștere a gluconeogenezei hepatice asociată cu MSG, ceea ce este în acord cu glicemia plasmatică ridicată raportată anterior la porcii nou-născuți care primesc suplimente cu MSG (1 g/kg greutate corporală) [31]. În al doilea rând, nivelurile reduse de alanină și trei BCAA, inclusiv valină, leucină și izoleucină, se pot corela cu catabolismul aminoacizilor și metabolismul energetic în care scheletele lor de carbon pot fi utilizate ca precursori pentru gluconeogeneză (alanina, valina și izoleucina ca aminoacizi glucogenici) și producerea de energie prin ciclul acidului tricarboxilic (TCA). În acord cu raportul anterior, am constatat că produșii de degradare ai leucinei și lizinei, beta-hidroxiizovalerat și respectiv 5-aminovalerat, au fost semnificativ mai mari în urina șobolanilor tratați cu MSG [13]. În al treilea rând, piridoxină crescută înficatși scăderea piridoxinei înrinichide șobolani tratați cu MSG a sugerat modificarea metabolismului vitaminei B6. Am găsit, de asemenea, niveluri scăzute de histamina, kinurenat și nicotinamidă înficatde șobolani tratați cu MSG, care sunt produse ale enzimelor dependente de B6-în metabolismul histidinei și triptofanului. Legătura dintre aportul de MSG și metabolismul vitaminei B6, histidinei și triptofanului trebuie investigată în continuare. În al patrulea rând, șobolanii tratați cu MSG au avut niveluri mai mari de trimetilamină (TMA) înrinichi. TMA este sintetizat din constituenți dietetici, inclusiv colină, L-carnitină și betaină prin acțiunea enzimelor microbiene [16]. TMA este absorbit în mare parte într-un mod pasiv în circulația portală și, în principal, oxidat la trimetilamină-N-oxid (TMAO) de către monooxigenazele hepatice care conțin flflavină (FMO). O fracțiune minoră de TMA este oxidată în dimetilamină (DMA) și metilamină (MA) și în final este excretată în urină [32,33]. Niveluri mai mari de DMA și MA în urina șobolanilor tratați cu MSG au fost raportate anterior [13]. Mai multe studii au demonstrat că precursorii TMA crescuti, colina, sau metaboliții săi, TMAO, pot duce larenalfibroza tubulointerstițială, boli cardiovasculare și croniceboală de rinichi[34–36]. Prin urmare, nivelul ridicat de TMA înrinichipoate constitui legătura dintre aportul de MSG șiafectare renală.

Trecând de la modificările observate în TMA, am investigat microbiota intestinală a șobolanilor tratați cu MSG și am demonstrat alterarea celor două phyla majore, Firmicutes și Bacteroidetes. Abundența mai mare de Firmicutes, dar abundența mai mică de Bacteroidetes, a fost observată la șobolanii tratați cu MSG. La nivel de gen, șobolanii tratați cu MSG au avut o abundență mai mare de Clostridium și o abundență mai mică de Lactobacillus și Bififidobacterium. Genul Clostridium cuprinde un grup de microorganisme aparținând filumului Firmicutes. Unele Clostridium spp. sunt asociate cu metabolismul TMA prin producerea de enzime pentru a converti colina sau constituenții dietetici în TMA [33,37,38]. Creșterea bacteriilor intestinale producătoare de TMA, adică Clostridium spp., susține creșterea metaboliților TMA înrinichiși urină de șobolani tratați cu MSG. Mai mult, consumul de MSG a redus populația de Bififidobacterium, o bacterie probiotică care joacă roluri importante în homeostazia și sănătatea intestinală [39]. Carbohidrații simpli și digerabili, cum ar fi lactoza și zaharoza, sunt metabolizați în tractul gastrointestinal superior (GI) de către gazdă și bacterii precum lactobacilii. Cu toate acestea, carbohidrații nedigerabili, adică fibrele alimentare, sunt metabolizați în tractul gastrointestinal inferior de către membrii microbiotei intestinale, inclusiv Bififidobacterium. O dietă cu conținut ridicat de grăsimi saturate și zaharuri simple, dar săracă în fibre alimentare, cum ar fi o dietă în stil occidental, poate contribui la un număr mai mic de bacterii benefice [40]. Scăderea Bififidobacterium, o bacterie bună, a fost raportată în bolile inflamatorii cronice precum obezitatea [41], hepatita B [42] și diabetul [43,44]. Efectul consumului de MSG asupra microbiotei intestinale la om a fost raportat mai devreme, fără modificări semnificative ale compoziției microbiene în comparație cu valoarea inițială [45]. Impactul scăzut al MSG asupra microbiotei intestinale în acest studiu se poate datora dozei mici de suplimentare cu MSG (2 g/zi), deoarece aportul mediu zilnic de MSG în observația noastră este de 4 g/zi [3]. Am descoperit că fiecare 1 g de aport zilnic de MSG a crescut riscul de a avea sindrom metabolic. Deși mecanismul consumului de MSG care duce la boli metabolice nu este stabilit, scăderea Bififidobacterium la animalele tratate cu MSG poate fi un indiciu. În mod coincidență, scăderea Bififidobacterium la șobolanii tratați cu MSG găsită în studiul prezent este similară cu cea a șobolanilor cu deficiență de vitamina B6 [46]. Studiul intensiv al modului în care MSG reduce bacteriile bune și modifică starea vitaminei B6 necesită investigații suplimentare.

Am arătat că consumul de MSG a indus hepatic șirenalmodificări metabolice implicate în gluconeogeneză și aminoacizi cu lanț ramificat, vitamina B6 și metabolismul TMA, însoțite de modificări compoziționale ale microbiotei intestinale. Aceste observații sugerează că căile metabolice modificate pot fi asociate cu efecte adverse ale consumului de MSG pe termen lung, în special asupraficatșirinichi.